Heiße Neuigkeiten aus unterseeischen Vulkanen: Überraschende Modifikationen in methanbildenden Enzymen entdeckt

22. Juni 2017

Methan ist nach CO₂ das zweitbedeutendste Treibhausgas und es sammelt sich mit alarmierender Geschwindigkeit in der Atmosphäre an. Die Hälfte des jährlich produzierten Methans wird von Mikroorganismen generiert, die als Methanogene bezeichnet werden. Methanogene produzieren Energie, indem sie CO₂ in Methan umwandeln und dafür verwenden sie einen komplexen Mechanismus aus verschiedenen Enzymen. Die letzte Reaktion, die in diesem Mechanismus stattfindet, setzt Methan frei und wird vom Enzym Methyl-Coenzym-M-Reduktase (MCR) eingeleitet, das alle Methanogene auf unserem Planeten gemein haben. Chemisch gesehen ist dies eine äußerst herausfordernde Reaktion und der Engpass bei der Methanbildung durch Methanogene.

Die Forschungsgruppe von Seigo Shima am Max-Planck-Institut für terrestrische Mikrobiologie in Marburg hat zusammen mit Wissenschaftlern des Max-Planck-Instituts für Biophysik in Frankfurt seit Langem ein Interesse daran herauszufinden, wie Methanogene Methan produzieren. Vor Kurzem haben sie die 3D-Strukturen verschiedener MCRs und den Trick, den diese zur Methanproduktion verwenden, aufgedeckt. Der Schlüssel zur Reaktion besteht in einem einzigartigen Nickel-Kofaktor, der F₄₃₀ genannt wird. Zudem enthält MCR sechs ungewöhnliche Aminosäuren, die posttranslational modifiziert sind und eine Rolle bei der Katalyse spielen könnten.

Left picture:Modified residues in the vicinity of the active site. The post-translationally modified residues 6-hydroxy-tryptophan and thiolglycine are colored in purple and the residues interacting with them are shown in balls and sticks. Hydrogen bonds network (in black dash) connects the 6-hydroxy-tryptophane to the thioglycine (considered as part of the catalysis) backbone. The electron density in blue mesh and the positive density in green mesh are the experimental evidence of the 6-hydroxy-tryptophane presence.

Right picture:Structural organization of the methane generating enzyme called the methyl-coenzyme M reductase (MCR). MCR contained three subunits (alpha,beta,gamma) outlined by different colors which make dimers (in cyan, yellow and light green). One of the subunit is shown in transparent to highlight the actors of the reaction: coenzyme M, coenzyme B and the cofactor F430 in balls and sticks. — Left picture: Modified residues in the vicinity of the active site. The post-translationally modified residues 6-hydroxy-tryptophan and thiolglycine are colored in purple and the residues interacting with them are shown in balls and sticks. Hydrogen bonds network (in black dash) connects the 6-hydroxy-tryptophane to the thioglycine (considered as part of the catalysis) backbone. The electron density in blue mesh and the positive density in green mesh are the experimental evidence of the 6-hydroxy-tryptophane presence. Right picture: Structural organization of the methane generating enzyme called the methyl-coenzyme M reductase (MCR). MCR contained three subunits (alpha,beta,gamma) outlined by different colors which make dimers (in cyan, yellow and light green). One of the subunit is shown in transparent to highlight the actors of the reaction: coenzyme M, coenzyme B and the cofactor F430 in balls and sticks.

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Modified residues in the vicinity of the active site. The post-translationally modified residues 6-hydroxy-tryptophan and thiolglycine are colored in purple and the residues interacting with them are shown in balls and sticks. Hydrogen bonds network (in black dash) connects the 6-hydroxy-tryptophane to the thioglycine (considered as part of the catalysis) backbone. The electron density in blue mesh and the positive density in green mesh are the experimental evidence of the 6-hydroxy-tryptophane presence.

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Structural organization of the methane generating enzyme called the methyl-coenzyme M reductase (MCR). MCR contained three subunits (alpha,beta,gamma) outlined by different colors which make dimers (in cyan, yellow and light green). One of the subunit is shown in transparent to highlight the actors of the reaction: coenzyme M, coenzyme B and the cofactor F430 in balls and sticks.

Um die Vielfalt der MCRs zu erkunden und um festzustellen, ob sich alle Methanogene desselben Tricks bedienen, hat Seigo Shima gemeinsam mit Tristan Wagner, einem Postdoktoranden, die 3D-Strukturen der MCR-Enzyme zweier Methanogene aus unterseeischen Vulkanen ermittelt. Es handelte sich dabei um die Methanogene Methanotorris formicicus (welches bei 80°C lebt) und Methanothermococcus thermolithotrophicus (welches bei 65°C lebt). Mit einer Verdopplungszeit von nur 30 Minuten wachsen diese hyperthermophilen Methanogene sehr schnell.

Die beiden MCRs der hyperthermophilen Methanogene sind fast identisch und weisen verglichen mit anderen MCRs nur geringe Unterschiede in der Proteinoberfläche auf. Das katalytische Zentrum, in dem das Methan gebildet wird, ist identisch mit dem anderer MCRs und lässt erkennen wie chemisch herausfordernd der Mechanismus zur Methanbildung ist. Eine große Überraschung erwartete die Wissenschaftler jedoch in der Umgebung des katalytischen Zentrums von Methanotorris formicicus. Die Forscher identifizierten dort die Aminosäure Tryptophan mit einer ungewöhnlichen Modifikation. Die Masse dieses Tryptophanrückstands war um 16 Da erhöht, was einem zusätzlichen Sauerstoffmolekül entspricht. Dieses 6-Hydroxytryptophan wurde bisher nur in den tödlichen Giften von Pilzen gefunden. Dieses spezielle Tryptophan interagiert mit Teilen des MCR-Proteins, die wichtig für die Katalyse sind. Seigo Shima und Tristan Wagner nehmen an, dass diese ungewöhnliche Modifikation dem Protein dabei hilft stabiler zu werden und sie könnte seine katalytischen Fähigkeiten erhöhen, um den Mikroben das Überleben in der rauen heißen Meeresumgebung zu ermöglichen.

Für weitere Informationen

J Bacteriol. 30. Mai 2017. pii: JB.00197-17. doi: 10.1128/JB.00197-17. [Epub ahead of print]

Phylogenetic and structural comparisons of the three types of methyl-coenzyme M reductase from Methanococcales and Methanobacteriales.

Wagner T¹, Wegner CE², Kahnt J¹, Ermler U³, Shima S⁴.